留学生论文网

药用植物余甘子在本土医学中起着至关重要的作用。在治疗上，这些植物的提取物可作为潜在的参与者，抑制与消化性溃疡和糖尿病管理相关的几种消化酶，这些酶的产生是由于此类酶的过量产生。评估了该提取物对胃蛋白酶、α-淀粉酶、胰蛋白酶的抑制作用，以及热稳定性和硫酸铵沉淀对这些抑制测定的影响。P. amarus在这项研究分析中使用了具有不同浓度梯度的叶提取物。与文献分析一起获得的结果表明，多酚等光化学化合物会在提取物中产生抑制作用。发现淀粉酶、胃蛋白酶和胰蛋白酶的最大抑制百分比分别为 71% (0.32 mg/ml)、85% (0.08 mg/ml) 和 87% (1.28 mg/ml)。在热稳定性测定中，观察到淀粉酶、胃蛋白酶和胰蛋白酶的最大抑制百分比分别为 30%（80 ° C）、68%（4 ° C）和 5%（37 ° C）。对硫酸铵沉淀的酶抑制测定引起淀粉酶、胃蛋白酶和胰蛋白酶的最大抑制百分比为 42%（在 45% 的 (NH 4 ) 2 SO 4)、58%（在 15% 的 (NH 4 ) 2 SO 4）和 40%（在 30% 的 (NH 4 ) 2 SO 4）。该研究得出结论，Phyllanthus amarus叶提取物是α-淀粉酶、胃蛋白酶和胰蛋白酶的潜在抑制剂。硫酸铵沉淀有助于在很大程度上纯化多酚类活性化合物。此外，热稳定性有助于检查提取物中存在的这些活性光化学化合物的稳定性。因此，P. amarus是一种有效的抑制剂，可用作疾病管理的补充剂。

 

关键词

 

草药,酶抑制剂,疾病管理,消化酶

 

一、简介

 

消化酶通过分解蛋白质、碳水化合物和脂肪等大分子，对营养物质的消化和吸收至关重要。大多数这些消化酶是水解酶。它们由胃肠道 (GI tract) 的各个部分分泌 [ 1 ]。这些酶可以通过与增强或抑制酶促反应的底物结合来增强或抑制。酶的抑制被具有较低分子量的化合物抑制，也称为抑制剂。这种抑制过程还有助于解毒所产生的毒素，并防止由于酶的过度表达而导致的胃肠道损伤 [ 2 ]。

 

抑制会改变酶的催化反应，进而可能导致人体缺乏症和相关的医学病症，例如 G6PD 缺乏症，它会导致 RBC 易受破坏，从而导致溶血性贫血，以及背痛、腹痛和黄疸。这些症状通常与应激源或感染有关 [ 3 ]。古彻氏病是由于缺乏丙酮酸激酶，导致红细胞分解导致贫血。乳糖不耐症是由于缺乏乳糖酶。因此，食用乳糖或奶制品会导致严重的不适状态 [ 4]. 为了克服酶缺乏症，患者通常接受来自植物和微生物的增强剂补充剂治疗，以增强酶的产生并确保酶底物结合 [5 ]。

 

除了抑制之外，这些催化反应的增强也会导致一系列医疗状况。增加 α 淀粉酶的产生会导致碳水化合物消化率增加，这可能会导致血糖水平升高。此外，α-淀粉酶的过度产生（高淀粉酶血症）与一些辅助因素如饮酒会导致胰腺发炎，导致急性和慢性胰腺炎逐渐导致肝硬化和肝癌 [6 ]。

 

胃蛋白酶等胃液的过度产生会引发胃中 HCl 的产生，并导致胃食管反流。这种酸的形成也是由于 Zolllinger-Ellison 综合征 [ 7 ] 引起的，在这种情况下，胰腺或十二指肠中的肿瘤会引发胃酶（例如胃蛋白酶和 HCl）的过量产生，从而损害胃和十二指肠，这可能导致胃癌或十二指肠癌。因此，酶抑制剂可能是避免酶过度产生或控制此类疾病的潜在策略 [ 8 ]。

 

本研究项目的目的是研究叶下珠叶对消化酶的抑制作用；α-淀粉酶、胰蛋白酶和胃蛋白酶连同其热稳定性和硫酸铵沉淀酶。

 

1.1. 叶下珠及其药用特性

 

Phyllanthus amarus也被称为沉睡植物，属于 Eurobiaccea 科，该科也有 800 种不同的植物。主要分布于世界热带和亚热带地区[ 9 ]。并在 Ayurveda、siddha 和 Unani 等本土药物中用于治疗黄疸、膀胱感染、溃疡、肾脏疾病、糖尿病、乙型肝炎、肝硬化以及尿路感染等病症 [10 ]。

 

这些医疗条件是用治疗设计的补充剂治疗的，这些补充剂由叶下珠植物叶子组成，叶下珠富含一些光化学化合物，如生物碱、皂苷、单宁、糖苷、类黄酮、类固醇和萜烯 [11 ]。

 

叶下珠具有广泛的抗病毒、抗氧化、降血脂、抗抑郁、抗炎、抗糖尿病、免疫调节和抗癌等功能。这些功能已通过在患者身上进行的随机试验以及一些在大鼠身上进行的临床试验得到证实。文献强调 P. amarus 的这些功能是由于富含萜类、酚类、类黄酮、单宁、生物碱、类固醇和聚丙烷的光化学化合物 [11 ]。表 1总结了一些临床试验。

 

除了这种植物对消化酶的抑制作用外，还有许多关于这种叶下珠不同药理作用的研究，如表 1所示。

 

1.2. P. amarus 叶提取物对 α-淀粉酶、胃蛋白酶和胰蛋白酶的重要性和抑制作用

 

淀粉是人类饮食的基本来源。哺乳动物的胰腺和唾液

 

 

α-淀粉酶通过其内切催化活性水解 α,1-4 糖苷键。淀粉富含 α,1-4 糖苷键和少数 α,1-6 糖苷键分支。这种水解反应对餐后血糖水平起着重要作用。淀粉分解增加会导致 II 型糖尿病 (DM)、代谢综合征和肥胖症 [ 16 ]。

 

DM II主要是由于胰岛素缺乏。治疗 DM 的标志是通过抑制 α-淀粉酶活性的降血糖补充剂来控制血糖水平。由于草药补充剂是可以接受的、有效的和安全的。草药主要是设计药物的首选。Phyllanthus amarus 在抑制这种酶 α-淀粉酶方面起着重要作用 [ 17 ]。P. amarus 对 α-淀粉酶的抑制作用如下图 1所示[ 18 ]。

 

根据 Gao et al., 2008 的研究，实验筛选表明，苋属植物的甲醇提取物与其他 40 种草本植物相比显示出最高的淀粉酶抑制作用。这种植物也有望成为一种有效的淀粉酶抑制剂补充剂。

 

胃蛋白酶原是由胃粘膜内壁分泌的酶原。这种分泌受迷走神经和激素（如胃泌素和分泌素）控制。当与 HCl 混合时，它会像胃蛋白酶一样活跃，为酶提供酸性、优化的环境。胃蛋白酶通过水解反应将蛋白质的肽键分解成氨基酸和二肽。胃蛋白酶和 HCl 的过量产生会导致胃溃疡和胃食管反流。治疗该病症的标志主要集中在抑制胃蛋白酶 [ 19 ] 上。

 

胰蛋白酶属于丝氨酸蛋白酶家族，由胰腺作为酶原分泌，称为胰蛋白酶原。它被肠肽酶激活为胰蛋白酶

 

 

 

图 1。在一项临床试验中，使用不同浓度下 595 nm 的分光光度计读数比较了 P. amarus 和阿卡波糖（抑制剂药物）对 α-淀粉酶的抑制作用。如图 2 [ 18 ] 所示，IC 50值为 83.33 ± 0.34（微克/毫升）时阿卡波糖的抑制率为 58.45%，IC 50值为 48.92 ± 3.43（微克/毫升）时阿卡波糖的抑制率为 75.32%。

 

小肠。通过水解反应，它通过破坏多肽键将蛋白质消化成氨基酸和二肽 [ 20 ]。

 

1.3. 硫酸铵分馏和热稳定性的重要性

 

药物的治疗性生产高度关注酶的热稳定性。温度升高时发生的不可逆的化学和物理变化称为热稳定性 [ 21 ]。

 

硫酸铵沉淀法主要通过盐析法沉淀球状蛋白质或酶。通常随着盐浓度的增加蛋白质的稳定性称为盐析。盐析主要是基于蛋白质接触的水化层。蛋白质与水分子的相互作用主要有3种，主要位于侧链的带电氨基酸（Asp、Lys）之间的离子水合，位于主链的极性残基与水分子（Tyr、Ser、Thr）之间的键合，非极性基团和水分子。如图 5 [ 22 ]所示，沉淀主要发生在霍夫迈斯特系列之后是盐类。

 

2。材料和方法

 

2.1. 材料

 

2.1.1. 植物材料

 

属于欣快家族的叶下珠。

 

2.1.2. 化学品

 

NaCl、KCl、NaH 2 PO 4、1%二甲基亚砜、DNS试剂、盐酸（HCl）、蒸馏水、血红蛋白粉、胃蛋白酶、淀粉粉、脯氨酸α-淀粉酶、甲醇、5%三氯乙酸、磷酸盐缓冲液(pH 7.5)，1×磷酸盐缓冲液。

 

2.1.3. 设备

 

离心管、Eppendorf 管 (1.5 ml)、沸腾管。微量移液器（P-10、P-100、P-1000）、烧杯、体积为 25 cm 3、50 cm 3、100 cm 3、250 cm 3的量筒、培养皿、Falcon 管（15 ml）、水浴（Gemmyco )、离心机(80-2B)、Scot pro电子天平、高压灭菌器、通风柜(BIOBASE)、涡旋仪、电子滚筒(KJMR-II)。

 

2.2. 方法

 

2.2.1. 植物材料准备

 

Phyllanthus amarus (P. niruri) 的叶子是在 5 月份从斯里兰卡亭可马里的特定地区采集的。叶子在室温下保持干燥，然后将干燥的叶子粉碎并使用电子研磨机研磨成细粉。然后将粗粉储存在室温下直至研究程序。还使用标准方案制备所有试剂。

 

2.2.2. 氢甲醇植物提取物

 

将 Phyllanthus amarus (10 g) 的粗粉置于室温 (30˚C) 的滚筒上，用 40 ml 80% 的甲醇提取 48 小时。然后将样品过滤到培养皿中，并在通风橱中孵育 24 小时，直到甲醇完全蒸发。然后使用手术刀片刮掉留在培养皿上的沉淀物并储存在 Eppendorf 管中。然后使用电子天平测量样品重量并在室温下储存，直到研究分析开始。

 

2.2.3. 氢甲醇植物提取物

 

使用 1% DMSO 制备 40 mg/ml 原液。使用 1% DMSO 从储备工作溶液中再次制备。

 

2.3. 化验方法

 

2.3.1. 胃蛋白酶抑制试验

 

将浓度为 0.04 mg/ml、0.08 mg/ml、0.16 mg/ml、0.32 mg/ml、0.64 mg/ml 和 1.28 mg/ml 的 100 µg 胃蛋白酶、1600 µg 血红蛋白 (Hb) 和提取样品混合到 1000微升反应混合物。将反应混合物在 37°C 下孵育 20 分钟。孵育后加入 700 µl 5% TCA 终止反应，4000 rpm 离心 20 分钟。然后在不扰动沉淀的情况下将上清液取出到比色皿中。并在 240 nm 波长处读取吸光度读数。对照中不添加植物提取物，空白中不添加酶 [ 23 ]。该测定重复三次。

 

2.3.2. α-淀粉酶抑制试验

 

将浓度为 0.04mg/ml、0.08mg/ml、0.16mg/ml、0.32mg/ml、0.64mg/ml 和 1.28mg/ml 的 200μg α-淀粉酶和提取样品混合到 800μl 反应混合物中。将反应混合物在 25˚C 下孵育 10 分钟。然后将淀粉 (1 mg) 添加到 800 µl 反应混合物中，并在 25˚C 下孵育 10 分钟。为终止反应，将 400 µl 3,5-DNS 溶液 (96 mM) 添加到反应混合物中，并在 99˚C 的温度下孵育 5 分钟。在 540 nm 波长处读取吸光度读数。对照中不添加植物提取物，空白中不添加酶。该测定重复三次 [ 24 ]。

 

2.3.3. 胰蛋白酶抑制试验

 

5 µg 胰蛋白酶、2 ml 酪蛋白（10 mg 以 0.005 g/ml 新鲜 Ambewala 牛奶包的形式）、150 µl 乙酸钠缓冲液和浓度为 0.04 mg/ml、0.08 mg/ml、0.16 的提取样品将 mg/ml、0.32 mg/ml、0.64 mg/ml 和 1.28 mg/ml 混合到 3000 μl 反应混合物中。然后将反应混合物在室温下温育10分钟。为终止反应，向反应混合物中加入 4 ml 5% TCA，并以 4000 rpm 离心 20 分钟。然后取出上清液并使用瓦特曼滤纸过滤到比色杯中，并在320nm波长处读取吸光度读数。对照中不添加植物提取物，空白中不添加酶。该测定重复三次 [ 25 ]。

 

2.3.4. 热稳定性测定

 

将植物提取物分别在 29℃、4℃、37℃、60℃、80℃ 和 99℃ 的室温下孵育 30 分钟。这些预孵育的植物提取物用于所有 3 种抑制测定（胃蛋白酶、胰蛋白酶和淀粉酶），程序与上述相同。这些测定重复三次。预孵育的植物提取物的浓度相等（1.28 mg/ml）。

 

2.3.5. 硫酸铵沉淀试验的抑制试验

 

分别以 30%、60% 和 90% w/v% 的 3 种不同浓度梯度制备硫酸铵溶液。然后加入浓度为 4 mg/ml 的植物提取物，分别获得 15%、30% 和 45% w/v% 的硫酸铵溶液。这些溶液在冰中孵育 10 分钟，并以 4000 rpm 离心 20 分钟。然后倒出上清液，将剩余的沉淀物溶解在2ml的1×磷酸盐缓冲液(PBS)中。然后将该溶解的溶液用作蛋白质级分并且进行3次测定并重复3次。

 

3。结果与讨论

 

检查了所有三种抑制性（胃蛋白酶、胰蛋白酶和淀粉酶）测定的抑制百分比。使用ANOVA对获得的结果进行统计分析。浓度不是等间隔的，并且由于浓度是两倍，所以获得了以 2 为底的对数图，因为它将更好地了解具有不同浓度的统一间隔的酶抑制测定的抑制百分比。

 

3.1. 抑制试验的结果

 

根据图 1-3，确定了叶下珠对胰蛋白酶的潜在抑制作用。该抑制测定的 P 值为 P = 0.005 (P < 0.05)。尽管观察到轻微偏差，但植物提取物的浓度与胰蛋白酶的抑制之间存在显着关系。随着提取物浓度的增加，胰蛋白酶的抑制率显着增加。然而，在 1.28 mg/ml 的浓度下表现出最大的抑制作用，而在 0.16 mg/ml 的浓度下观察到最小的抑制作用。

 

3.2. 三种酶的热稳定性测定结果

 

考察了植物提取物对酶的抑制作用以及不同的温度。根据ANOVA的统计分析，P

 

 

 

图 1. 随着植物提取物浓度的增加，α-淀粉酶的抑制百分比以对数为底 2 图。

 

 

 

图 2. 随着植物提取物浓度的增加，胃蛋白酶抑制百分比的对数基数 2 图。

 

 

 

图 3. 随着植物提取物浓度的增加，胰蛋白酶抑制百分比的对数基数 2 图。

 

淀粉酶的值确定为 P < 0.05，P = 0.0000089。这表明酶的活性与提取物的孵育温度之间存在很强的显着关系。观察到随着温度的升高，酶活性也增加，除了根据获得的吸光度读数有轻微波动外，在 80℃ 的温度下观察到最高的抑制率，在 60℃ 的温度下观察到最低的抑制效果如图 4 所示。

 

而胃蛋白酶热稳定性的 P 值确定为 P > 0.05，P = 0.059。这表明酶的活性与提取物的孵育温度之间没有很强的显着关系。根据获得的吸光度读数，观察到随着温度升高，酶活性降低。如图 5 所示，在 4˚C 下观察到最高抑制效果，在室温 (29˚C) 下观察到最低抑制效果。

 

根据图 6，胰蛋白酶热稳定性的 P 值确定为 P < 0.05，P = 0.00000142。这表明酶的活性与提取物的培养温度之间存在很强的显着关系。据观察，根据获得的吸光度读数，酶活性随着温度升高而降低。

 

3.3. 硫酸铵沉淀的酶抑制测定

 

对于所有三种测定，对浓度为 4 mg/ml 的植物提取物的 15%、30% 和 45% 硫酸铵级分进行方差分析统计分析。在所有三种测定中确定 15%、30% 和 45% 硫酸铵沉淀的 P 值。当 P < 0.05 时，这表明硫酸铵的浓度与从中获得的蛋白质级分之间存在显着关系。当 P > 0.05 时，这表明硫酸铵的浓度与从中获得的蛋白质级分之间没有显着关系。在这里，最高的抑制是

 

 

 

图 4. 吸光度随温度升高的变化反映出植物提取物对淀粉酶的增强潜力随温度升高而降低。

 

 

 

图 5. 吸光度随温度升高的变化反映出植物提取物对胃蛋白酶的抑制潜力随温度升高而降低。

 

 

 

图 6. 吸光度随温度升高的变化反映了植物提取物对胰蛋白酶的抑制潜力随温度升高而降低。

 

在 4 mg/ml 的植物提取物中观察到 30% 的硫酸铵组分用于胃蛋白酶和胰蛋白酶抑制测定，以及 45% 的硫酸铵组分用于 α-淀粉酶测定。表 2显示了抑制作用最大时硫酸铵级分的百分比。

 

4。讨论

 

本研究旨在检测药用植物余甘子对 α-淀粉酶、胃蛋白酶和胰蛋白酶的抑制作用 [ 26 ]。如前所述，存在于 P. amarus 叶子中的称为多酚的化合物是

 

化验	P值	在硫酸盐组分中观察到 4 mg/ml 的最高抑制
α-淀粉酶抑制试验	P = 0.00029 (P < 0.05)	45%的硫酸铵馏分
胃蛋白酶抑制试验	P = 0.122 (P > 0.05)	30%的硫酸铵馏分
胰蛋白酶抑制试验	P = 0.056 (P > 0.05)	30%的硫酸铵馏分

 

表 2。对于 4 mg/ml 浓度的植物提取物，抑制作用最大的硫酸铵级分百分比。

 

负责对这些消化酶的抑制作用 [ 27 ]。如前所述，由于 II 型糖尿病是当今世界面临挑战的慢性疾病之一，因此对其的管理高度集中于通过抑制 α-淀粉酶和 α-葡萄糖苷酶等肠道酶来降低餐后血糖水平 [11 ]。治疗方法主要针对这些草药和植物提取物，因为它们无害、有效且高效 [ 28 ]。

 

Lawson-Evi 等人在 2011 年进行的一项研究清楚地描述了 P. amarus 叶提取物的抑制性质。在这项研究中，四氧嘧啶诱导的糖尿病大鼠用水醇 P. amarus 叶提取物、P. amarus 叶水提取物治疗，其中一些未处理。用 P.amarus 叶提取物处理的两组大鼠血糖水平和体重均显着下降。随着 β 细胞的再生和高水平的胰岛素分泌，从而支持这些 P. amarus 叶子具有抗糖尿病（对 α 淀粉酶的抑制作用）和抗氧化特性的原理，这将有助于控制 II 型糖尿病 [29 ]。

 

在这项研究中，虽然抑制率波动很小，但总体而言，它会随着浓度的增加而引发 P. amarus 甲醇提取物的高抑制潜力。在0.32 mg/ml浓度下观察到对淀粉酶的最大抑制作用，P值为0.0855（P > 0.05）。这些结果也得到了科学研究工作的支持。然而，采用的方法表明植物提取物在 0.5 mg/ml 时表现出对 α-淀粉酶的抑制作用。但在这里，抑制率随着 P. amarus 提取物浓度的增加而增加 [ 30 ]。除实验误差外，0.32 mg/ml 显示最大抑制百分比为 71%。

 

这可能是由于浓度的增加提供了更多的 P. amarus 提取物的活性成分来抑制酶 α-淀粉酶。这就是较低浓度 0.08 mg/ml 的提取物显示出 59% 的适度抑制，这是由于其温和的化合物可用于抑制。同时 0.32 mg/ml 还提供更多数量的可用活性位点，从而引发 P. amarus 的有效抑制性质。

 

该抑制值与 Oyewole、Taiwo 和 Quadri（2014 年）对叶下珠叶的甲醇提取物进行的另一项研究有些一致，显示对 α-淀粉酶的抑制约为 79%。由于浓度0.64 mg/ml和1.28 mg/ml的抑制百分率较0.32 mg/ml有所降低，因此0.32 mg/ml浓度可认为是该植物提取物抑制α的最大有效浓度。 - 本试验中的淀粉酶 [ 30 ]。

 

文献显示 P. amarus 提取物中存在的光化学化合物，如单宁、木脂素、鞣花鞣质、皂甙和三萜烯，对降血糖作用高度负责，因此用作治疗糖尿病的药物 [16 ]。

 

在胃蛋白酶测定中，在 0.08 mg/ml 的浓度和 85% 的抑制百分比下注意到最大抑制。然而，实验误差在提取物的某些浓度下带来了意想不到的抑制值，总体抑制百分比表明 P. amarus 叶提取物对胃蛋白酶也具有抑制作用。在这项研究中，由于血红蛋白也是一种球状蛋白，因此胃蛋白酶测定使用血红蛋白作为底物。因此，胃蛋白酶分解血红蛋白这一酶促反应被 P. amarus 的甲醇叶提取物所抑制。

 

该抑制值与 Abdulla 及其同事（2010 年）对叶下珠叶酒精提取物进行的一项类似研究有些一致，该研究表明约 81% 的胃蛋白酶抑制 [31 ]。

 

根据某些研究，他们揭示了 P. amarus 甲醇提取物中的类黄酮、糖苷、单宁和木脂素具有抗氧化特性，也用于抑制胃蛋白酶和治愈胃溃疡 [32 ]。

 

文献也支持 P. amarus 对胃蛋白酶的抑制作用。即使在对体重为 150-200 克的吲哚美辛诱导的白化大鼠进行的一项研究中，也口服了 P. amarus 叶的甲醇提取物，一些未接受治疗 [32 ]。经处理的大鼠显示出 P < 0.05 胃蛋白酶酶的显着抑制和消炎痛诱导的胃溃疡的恢复。哪个支持，化验结果。尽管随着提取物的 5 种不同浓度，抑制百分比正在降低。在 P. amarus 叶子中发现的化合物高度支持这对胃蛋白酶有抑制作用 [ 33 ]。

 

在胰蛋白酶测定中，根据 ANOVA 统计分析显示 P < 0.05 (P = 0.005)，这表明抑制百分比与植物提取物浓度的增加之间存在显着关系。1.28 mg/ml 的高浓度 P. amarus 提取物对胰蛋白酶的抑制率高达 87%。

 

此外，叶下珠甲醇提取物对这三种消化酶如胃蛋白酶、淀粉酶和胰蛋白酶显示出抑制作用。下图显示了 P. amarus 对这 3 种酶的抑制作用及其浓度的比较，如图 7 所示。

 

如图 8 所示，进行了热稳定性测定以评估

 

 

 

图 7. 胃蛋白酶、胰蛋白酶和淀粉酶抑制测定的比较。

 

 

 

图 8. 胃蛋白酶、胰蛋白酶和淀粉酶抑制测定的热稳定性比较。

 

P. amarus 甲醇提取物中的蛋白质成分。还确定其对胃蛋白酶、淀粉酶和胰蛋白酶抑制测定的影响。ANOVA 统计分析显示淀粉酶 (P < 0.05，P = 0.0000089) 和胰蛋白酶 (P < 0.05，P = 0.0000142) 抑制测定显示热稳定性与相应酶的抑制作用之间存在显着关系，而胃蛋白酶抑制测定 (P > 0.05, P = 0.059) 表明热稳定性与抑制作用之间没有显着关系。除了淀粉酶 > 胰蛋白酶 > 胃蛋白酶分别在抑制和热稳定性方面的实验错误率很高。

 

文献还支持 P. amarus 提取物对胃蛋白酶的抑制随着温度的升高而降低，这是因为由于类黄酮是提取物中的主要成分，它增强了胃蛋白酶的抑制率，这些类黄酮随着温度升高表现出更高的降解率 [ 7 ]。那就是抑制率没有显示出显着的关系。

 

根据图 9，进行硫酸铵沉淀测定以纯化 P. amarus 提取物中的蛋白质并验证其在蛋白质、胰蛋白酶和淀粉酶抑制测定中的影响。然而，只有淀粉酶 P < 0.05 表明硫酸铵之间存在显着关系

 

 

 

图 9. 硫酸铵沉淀对胃蛋白酶、胰蛋白酶和淀粉酶抑制试验的比较。

 

沉淀和抑制百分比。抑制百分比在 50% 硫酸铵分馏时很高，而对于胃蛋白酶和胰蛋白酶，P 值是 P > 0.05 (P = 0.0005)。

 

除了实验误差研究表明，由于酶在分馏速率下的可逆抑制可能会干扰抑制速率，而且它还表明 pH 值应在整个过程中保持恒定 [34 ]。

 

在对 P. amarus 的一项研究中，将硫酸铵固体直接添加到植物提取物中，在 pH 值为 7.1 时获得 82% 的饱和度 [35 ]，其中胃蛋白酶抑制的百分比非常高，这表明饱和度越高，蛋白质纯化。在酶分析中，硫酸铵分馏在评估酶的特异性和总活性方面也起着至关重要的作用 [ 36 ]。

 

从研究中可以很好地理解，叶下珠中存在的光化学化合物和多酚是抑制胃蛋白酶、胰蛋白酶和淀粉酶等多种酶的主要关键因素。抗氧化特性也支持该植物成为治疗学和本土医学感兴趣的主要选择。同样明显的是，P. amarus 中的这些活性成分可能会受到温度、pH 值和浓度的影响。

 

[ 37 ]对 P. amarus 的治疗效果进行了系统的临床分析。在这项研究中，对 P. amarus 成分的分级和分析进行了检查，结果表明单宁是所有酶的最大抑制剂，并且作为抗氧化剂发挥着至关重要的作用，最近在诊断为肝癌和肝癌的大鼠中恢复了肿瘤发生。用 P. amarus 水提取物处理 [ 37 ]。

 

此外，Phyllanthus amarus 可能暗示可能使用草药-药物相互作用和补充剂来治疗许多疾病，例如糖尿病、由于消化酶过度产生而导致的胃溃疡，还可以治疗黄疸、炎症、感染和癌症，因为其光化学化合物和多酚具有抑制作用和抗氧化作用 [ 29 ]。

 

由于实验误差，结果可能会有所不同。实际过程中可能出现的错误如表3所示。

 

未来的作品

 

尽管研究表明多酚类物质在提取物的抑制作用中发挥着重要作用，但这些成分可以通过高效液相色谱 (HPLC) 技术单独分离，因此对抑制作用的具体分析将是准确的。

 

应该对获得的结果进行体内分析，以确保在人体系统内可能具有相同的有效性，如果应用于排除进一步的并发症，将它们用作治疗的补充剂。尽管这些提取物在治疗学和医学方面非常受欢迎，但它们的补充剂也应该测试副作用或健康问题。

 

可以使用 HPLC、凝胶过滤色谱和离子交换色谱等分析技术对硫酸铵分级进行纯化，并用提取物中存在的每种活性成分进行专门测试。

 

虽然植物提取物的成分对胃蛋白酶、胰蛋白酶和淀粉酶有抑制作用，但仍需进一步分析以评估抑制时间和有效性。

 

由于植物提取物的抗氧化特性增强了抑制作用

 

随机误差	系统错误
通过移液器逐步添加试剂可能不准确	移液器错误
试剂预先制备，可能会改变试剂的成分	分光光度读数误差
淀粉酶、胃蛋白酶、胰蛋白酶试剂粉溶解不完全	比色皿清洁不充分
时间间隔可能导致吸光度读数不准确	电子天平读数错误
预防方法
启动反应的试剂可以在开始测定之前少量制备。这可以最大限度地减少由于所有试剂的成分相同而引起的错误
根据文献，酶溶液必须浓缩但完全溶解。由于氧化和蛋白酶活性等环境压力，酶经常会降解。因此，重要的是不要让酶长时间暴露在环境中。还应通过保持所有其他组分（如 pH 温度）恒定来制备。
制备缓冲液时应连续监测 pH 值。
应事先练习正确的移液

 

 

表 3。实验误差及相关预防方法[ 36 ][ 38 ]。

 

特异性抑制胃蛋白酶和治愈胃溃疡，应对脂肪酶进行抑制测定，以检查其连接或抗氧化性质及其相关成分。由于叶下珠在黄疸和炎症的治疗中起着至关重要的作用。在这里使用牛奶代替胰蛋白酶。应遵循适当的方法溶解实验室可用的胰蛋白酶粉末，以确保胰蛋白酶不含任何其他在测定过程中影响酶活性的成分。

 

利益冲突

 

作者宣称没有利益冲突。

 

参考

 

[ 1 ] Karasov, WH 和 Douglas, AE (2013) 比较消化生理学。综合生理学，3，741-783。

[ 2 ] Amit, R. 和 Pushpa, P. (2016) 通过酶抑制活性评估海藻抗糖尿病活性的作用机制。亚洲生物科学生物技术研究，13，2117-2123。

[ 3 ] Rai, V. 和 Kumar, P. (2012) 印度在册种姓人群中葡萄糖 6-磷酸脱氢酶缺乏症的流行病学研究。人类学杂志，2012 年，文章 ID：984180。

[ 4 ] Nagral, A. (2012) 戈谢病。临床和实验肝病学杂志，5， 113-121。

[ 5 ] Mattar, R.、Mazo, DFC 和 Carrilho, J. (2012) 乳糖不耐症：诊断、遗传和临床因素。临床和实验胃肠病学，5， 113-121。

[ 6 ] Abdel-Fattah, YR、Soliman, NA、El-Toukhy, NM、El-Gendi, H. 和 Ahmed, RS (2013) 地衣芽孢杆菌分离株 AI20 产生的耐热 α-淀粉酶的生产、纯化和表征。化学杂志，2013 年，文章 ID：673173。

[ 7 ] Afrapoli, FM, Asghari, B., Saeidnia, S., Anjani, Y., Mirjani, M., Malmir, M., Bazaz, RD, Hojakhoondi, A., Salehi, P., Hamburger, M. 和 Yassa, N. (2012) 何首乌地上部分酚类成分的体外 α-葡萄糖苷酶抑制活性。DARU 药学杂志，20，第 37 号文章。